교신저자：송달원, 700-712 대구광역시 중구 동산동 194  계명대학교 의과대학 이비인후과교실
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서     론

   암을 치료하는 방법으로서 기존의 수술, 화학요법, 방사선요법 외에 항암면역요법과 유전자치료법 등의 새로운 치료기술이 연구되고 있다. 이 중 면역요법이란 종양에 대한 면역성을 회복시켜 신체 면역계가 종양을 파괴시키게 하는 방법이다. 면역요법은 면역계의 감시기능을 이용하여 수술로 미처 제거하지 못한 잔존 암세포나 전이된 암세포를 찾아 파괴할 수 있는 장점이 있다. 종양면역요법은 크게 특이요법과 비특이요법으로 나눌 수 있으며, 특이요법은 환자의 종양세포가 가지고 있는 종양항원(백신)을 여러 가지 방법으로 환자에게 투여하여 종양항원에 대한 특이 면역성을 유발시키는 방법이며,¹⁾²⁾³⁾ 비특이요법은 사이토카인이나 BCG 등을 투여하여 환자의 신체 면역성을 전반적으로 증가시켜 암을 치료하는 방법이다.⁴⁾⁵⁾ 비특이요법보다 특이요법이 더욱 전문적인 치료 방법이며 효과적이고 부작용도 적은 방법이다. 그러나 종양세포는 면역계의 공격을 회피하여 자랄 수 있는 특성이 있어 신체내 항종양 특이면역성을 유발하는 것은 쉬운 일이 아니다.⁶⁾ 특이종양면역요법제로서 현재 종양세포에 사이토카인 유전자를 넣는 gene modified cancer cell vaccine,⁷⁾ 수지상세포에 종양항원 단백질 펩타이드를 먹인(pulsing) 백신,⁸⁾ 수지상세포와 종양세포를 융합시켜 만드는 세포융합 백신⁹⁾ 등이 많이 연구되고 있다. 상기한 종양백신을 신체 내에 투여하는 가장 주된 이유는 종양세포를 인식하고 파괴할 수 있는 cytotoxic T lymphocyte(CTL)를 유도하는 것이다. CTL은 항원제공세포 표면에 표출된 class I MHC 분자에 결합된 항원 펩타이드를 인식하고, 항원제공세포의 B7 부속분자와 T 세포의 CD28간의 반응 및 T 세포 활성유도성 사이토카인의 도움으로 활성화가 원활히 유도된다. 따라서 상기한 종양백신과 같이 종양 세포에 유전자를 주입시켜 항원성 또는 항원 전달성을 변화시키거나 또는 항원제공 능력이 강한 수지상세포를 사용함으로써 종양에 대한 특이면역성을 증가시킬 수 있다. DNA 메칠화는 유전자 프로모터 영역의 CpG dinucleotide에 있는 cytosine기에 일어나며 유전자전사 조절에 중요한 역할을 한다. 5-aza-2'-deoxycytidine(ADC)은 DNA 메칠화억제제로서 유전자 프로모터 영역의 CpG dinucleotide의 cytosine기에 메칠화를 억제시키며, 프로모터의 메칠화 억제는 전사요소의 결합을 증가시켜 유전자전사를 증가시킨다.¹⁰⁾ ADC는 상기한 작용에 의해 melanoma antigen gene(MAGE)이나 melanoma의 G antigen gene(GAGE) 등 CTL을 자극시킬 수 있는 종양항원의 발현을 증가시킨다고 보고되고 있다.^11)12)13) 본 연구는 ADC의 이런 작용에 착안하여, 종양세포에 ADC를 처치하여 유전자 탈메칠화를 유도시킴으로서 종양세포의 면역원성(immunogenicity)과 종양항원 전달 및 CTL 활성화에 관여하는 물질이 증가하는가를 조사하였다.

재료 및 방법

실험동물
   특정 병원체가 없는 환경에서 사육된 7주령의 수컷 C57BL/6(H-2^b) 마우스를 대한 실험동물센터에서 구입한 후 계명대학교 의과대학 동물사육실에서 사육하여 8주령에서 10주령의 마우스를 실험에 사용하였다.

세포주
   흑색종에서 분리 배양한 B16F10(H-2D^b, C57BL6, melanoma cell) 세포주는 DMEM(GibcoBRL, NY, USA) 배지에 10% fetal bovine serum(Hyclone, Utah, USA)과 1x antibiotic-antimycotic(GibcoBRL, NY, USA)을 첨가하여 37°C, 5% CO₂ 배양기에서 배양하였다.

역전사 중합효소 연쇄반응
   배양세포를 Phosphate buffered saline(PBS)로 3회 세척한 뒤 상층액을 제거하고, 여기에 1 mL Trizol용액을 넣어 cell scraper로 혼합하여 세포를 녹였다. 세포가 용해된 Trizol용액에 1/10량의 chloroform을 첨가하여 진탕 혼합한 후 12,000 rpm으로 15분간 원심하여 단백질 층과 RNA를 분리하였으며, 분리된 상층의 RNA용액을 조심스럽게 수거하여 1.5 mL 시험관에 옮겼다. RNA용액에 동량의 100% isopropanol을 첨가하여 혼합한 후 -20°C에 16시간 이상 보관하여 RNA를 침전시켰다. RNA-isopropanol 혼합액을 12,000 rpm으로 원심하여 RNA pellet을 만든 뒤 상층을 제거하였으며, 여기에 ice-cold 70% ethanol을 1 mL 첨가하여 RNA pellet을 세척한 뒤 원심하여 상층의 ethanol용액을 완전히 제거하고 RNA pellet을 DEPC-DW에 녹였다. Spectrophotometer를 이용하여 용해된 RNA의 농도와 순도를 측정하고 이를 역전사중합효소반응(reverse transcriptase-polymerase chain reaction, RT-PCR)에 사용하였다. Total RNA용액을 70°C 수조에 10분간 두어 RNA를 변성시킨 뒤 얼음에 보존하였다. 먼저 5x RT buffer 2 μL, 10 mmol dATP 0.25 μL, 10 mmol dGTP 0.25 μL, 10 mmol dTTP 0.25 μL, 10 mmol dCTP 0.25 μL, MMLV reverse transcriptase(200 U/μL) 0.25 μL, RNase inhibitor(28 U/μL) 0.25 μL, 50 μmol oligo dT primer 0.5 μL, Diethyl pyrocarbonate를 처리한 증류수 4 μL를 PCR tube에 넣어 RT-mixture를 만들었다. 여기에 얼음에 보존한 total RNA용액(1 μg/μL)을 2 μL 첨가한 뒤 mineral oil을 1방울 떨어뜨리고 실온에 10분간 두었다. 이 시험관을 PCR machine(Cetus 480,Perkin Elmer, CT, USA)에 넣어 42°C에서 60분간 열처리하여 역전사반응을 완료 하였으며, 역전사반응물을 증류수로 1：1 희석한 뒤 PCR에 이용하였다. PCR은 먼저 10x PCR buffer 3 μL, 25 mmol MgCl₂ 1.8 μL, 10 mmol dATP 0.3 μL, 10 mmol dGTP 0.3 μL, 10 mmol dTTP 0.3 μL, 10 mmol dCTP 0.3 μL, 50 μmol sense 및 antisense primer 0.25 μL, Taq polymerase(5 U/μL, Promega, WI, USA) 0.25 μL를 혼합하고 여기에 증류수를 넣어 최종 용액량이 25 μL되게 하여 PCR mixture를 만들었다. PCR mixture를 PCR tube에 넣고 여기에 역전사반응물을 5 μL 넣고 혼합한 뒤 mineral oil을 1방울 떨어뜨리고 PCR machine(GeneAmp PCR system 2400, Perkin-Elmer, CT, USA)에 넣어 다음의 조건으로 PCR을 실시하였다. 먼저 94°C에서 5분간 가열한 후 94°C 30초, 57°C 45초, 72°C 45초를 1cycle로 하여 18-35cycles 반응시켜 DNA를 증폭시켰으며, 최종적으로 72°C에서 5분간 처치하여 PCR을 완료하였다. 1% agarose gel에 PCR산물을 접종하고 전기영동한 뒤 Gel Doc 2000(GibcoBRL, NY, USA)을 이용하여 증폭된 DNA band를 관찰하였다. RT-PCR에 사용한 primer는 바이오니아사(Bioneer, Choongbook, Korea)에 의뢰하여 합성하였으며, 각 primer의 염기서 열은 Table 1에 정리하였다.

Flow cytometry 분석
   세포주기에 관한 분석은 다음과 같은 방법으로 실시하였다. 간략하게 기술하면, 배양된 세포를 PBS를 넣어 원심분리 후 PBS에 1×10⁷ cells/mL 농 도로 부유시켰다. 세포액 100 μL를 취하여 진탕혼합하면서 95% 에탄올 200 μL를 서서히 첨가한 후 4°C에서 1시간 동안 방치하였다. 세포를 PBS로 다시 한 번 세척한 후, RNase가 12.5 μg 첨가된 1.12% sodium citrate 용액을 250 μL 첨가하여 37°C에서 30분간 방치하였다. 세포의 DNA 염색을 위하여 propidium iodide(50 μg/mL)를 250 μL 첨가하여 실온에서 30분간 방치한 후 유세포측정기(FACScan；Becton DicKinson, USA)를 이용하여 분석하였다.
   세포의 면역 표현형의 변화에 관한 실험은 다음과 같이 실시하였다. 배양된 세포를 2% fetal bovine serum(FBS；Hyclone, USA)이 포함된 인산 완충액(FBS-PBS)으로 2회 세척한 후 FBS-PBS에 세포를 재부유 시켜 세포 농도가 1×10⁶ cells/mL이 되게 조정하였다. 세포 용액 1 mL를 취하여 원심 후 상층을 제거하고 세포 pellet에 Fluorescein isothiocyanate(FITC)가 결합된 특이항체(0.5 mg/mL)를 10 μL 첨가하여 잘 부유 시킨 후 4°C에서 30분간 방치하였다. 세포에 FBS-PBS를 1 mL 첨가하여 2회 세척한 후, 세척된 전체 세포를 500 μL의 FBS-PBS에 부유시키고 유세포측정기를 이용하여 세포의 면역 표현형의 변화를 측정하였다. 단클론항체로는 FITC-anti-mouse CD80(B7-1) anti-body와, FITC-anti-mouse-H-2K^b antibody 및 purified anti-mouse-H-2D^b antibody(Phar-Mingen, San Diego,CA, USA)를 사용하였다.

세포 백신
   세포백신은 B16F10 세포를 방사선조사하여 사멸시킨 whole tumor cell 백신(B16F10 백신)과 ADC를 48시간 처치한 후 방사선을 조사한 B16F10-ADC 백신을 다음과 같이 제작하여 사용하였다. 세포실험에 이용된 B16F10 세포 및 B16F10-ADC 세포를 0.02% trypsin EDTA로 수거한 후 PBS로 2번 세척한 후 PBS에 2×10⁶ cells/mL 농도로 세포 부유액을 만들었다. 세포 부유액 10 mL에 방사선을 조사하였다(10,000 radiation, IBL437, CIS bio international, France). 방사선 조사 후 세포를 PBS로 1회 세척하고 PBS에 5×10⁶ cells/mL의 농도로 세포를 부유시켰다. C57BL/6 마우스의 등쪽을 면도한 후 피하로 세포 부유액 200 μL씩을 주사(1×10⁶ cells/mouse)하여 면역조치하였다. 일주일 후 살아 있는 B16F10 암세포를 백신에 사용한 농도와 같은 농도로 PBS에 부유하여 200 μL 주사하여 암을 유발시켰다. 암세포 주사 후의 tumor형성이 관찰된 10일 이후부터 매 2~3일에 한번씩 암의 크기를 digimatic micrometer(Mitutoyo, Japan)를 사용해 측정 하였으며, 마우스 생존기간을 조사하였다.

결     과

ADC 처치가 B16F10 세포의 세포주기 및 세포성장에 미치는 영향
   ADC를 이용하여 DNA 탈메칠화를 유도하기 전에 먼저 ADC가 B16F10의 성장과 세포주기 변화에 미치는 영향을 알아보았다. 배양중인 B16F10 세포에 ADC를 0, 0.2, 1 또는 5 μmol 농도로 첨가한 후 24, 48 및 72시간 배양하였으며, 배양 후 세포를 수거하여 세포수를 측정하였다. ADC를 처치하지 않은 대조군에 비해 ADC를 처치한 군에서 세포 성장이 억제되었으며, ADC 처치 농도가 증가할수록 세포증식 억제정도도 증가하였다(Fig. 1).
   ADC 처치가 B16F10 세포주의 세포주기에 미치는 영향을 살펴보기 위하여, 배양된 B16F10 세포주에 ADC를 0 μmol, 1 μmol, 5 μmol, 10 μmol 농도로 처치한 후 24시간 배양하여 ADC처치에 의한 B16F10의 세포주기에 미치는 영향을 조사하였다. 대조군에 비해 ADC를 처치한 군에서 세포주기 중 S기에 있는 세포수가 증가 하였다(Fig. 2).

ADC 처치가 B16F10 세포의 암 항원 발현에 미치는 영향
   ADC를 B16F10 세포주에 처치할 시 cytotoxic T 세포 유도성이 있는 암항원인 MAGE-2와 MAGE-5의 발현이 유도되는 지를 관찰하기 위하여 ADC를 농도별 그리고 시간별로 처치한 후 이들의 발현 양상을 관찰하였다. ADC 처치시 암항원인 MAGE-2와 MAGE-5의 발현은 초기 6시간에는 모든 처리 농도에서 발현이 유도되지 않았으나, 1 μmol ADC 처치시 24시간부터 MAGE-2와 MAGE-5의 발현이 유도되었으며, 48시간에는 전 농도에서 발현이 관찰되었다(Fig. 3).

ADC 처치가 B16F10 세포의 MHC 및 B7 표현에 미치는 영향
   ADC 처치에 의한 B16F10 세포의 면역 표현형의 변화를 관찰하기 위하여, 배양된 B16F10 세포주에 1 μmol 농도의 ADC를 48시간 처치한 후 anti-MHC antibody 및 anti-B7 antibody를 반응시켜 MHC 및 B7이 세포표면에 얼마나 표현되는 가를 유세포측정기로 조사하였다. 그 결과 대조군에 비해 ADC를 처치한 군에서 MHC와 B7 분자를 표현하는 B16F10 세포의 수가 모두 증가됨을 관찰 할 수 있었다(Fig. 4).

ADC 처치가 B16F10 세포의 사이토카인 발현에 미치는 영향
   항암면역효과가 있는 사이토카인으로 알려진 GM-CSF와 IL-12의 발현에 미치는 영향을 알아보기 위하여 B16F10 세포주에 ADC를 농도 별 그리고 시간 별로 처치한 후 total RNA를 수거하여 RT-PCR을 실시하였다. GM-CSF의 경우 대조군에 비해 ADC를 1 μmol 처치한 군에서 24시간부터 GM-CSF의 발현이 유도되기 시작하여 48시간 때까지 지속되었다. IL-12의 경우 ADC 처리 모든 농도에서 처치 1시간 이후부터 발현이 다소 증가하여 48시간 때까지 지속되었다(Fig. 5).

ADC가 처리된 B16F10 세포백신의 항암효과
   ADC를 처치한 B16F10 세포주의 세포백신으로서의 가능성을 조사하기 위하여, B16F10 세포와 1 μmol 농도의 ADC를 48시간 처치하여 앞서 기술한 바와 같이 MAGE와 MHC, B7 및 사이토카인 발현을 증가시킨 B16F10 세포(B16F10-ADC)에 방사능을 조사하여 종양백신을 만들었다. 그 후 대조군인 PBS, ADC(1 μmol/mouse), B16F10 백신과 실험군인 B16F10-ADC 백신을 각각의 마우스군에 주사하여 면역조치 시켰으며, 1주일 후 살아있는 B16F10 암세포를 주사하여 종양을 유발시키고 종양의 성장크기와 마우스 생존성을 추적하였다. 먼저 종양 유발 후 20일 째 종양의 크기를 측정한 결과 PBS와 ADC를 피하에 주사한 군 및 B16F10 백신을 주사한 군에서는 종양의 크기(직경 표준편차)가 각각 2.6 cm±0.2, 2.7 cm±1.6, 2.0 cm±0.9이었으나 B16F10-ADC 백신을 주사한 군에서는 0.5 cm±1.1로 나타나 B16F10-ADC 백신을 투여한 군에서 종양의 성장이 지연됨을 관찰하였다(Fig. 6). 또 상기한 바와 같이 면역조치한 마우스에 종양을 유발시키고 종양 유발 후 마우스의 생존성을 2~3일 간격으로 조사한 결과 PBS, ADC 및 B16F10 백신으로 면역된 군에 비하여 B16F10-ADC 백신으로 면역한 군에서 마우스 생존기간이 3~7일 연장됨을 관찰할 수 있었다(Table 2).

고     찰

   종양백신요법이란 수술로 적출한 종양조직에서 종양세포를 분리한 뒤 이를 배양하고 가공하여 다시 환자에게 투여함으로서 환자에게 종양특이성 면역반응을 유도하여 종양을 치료하는 기술이다. 종양백신이 체내에서 항종양 면역반응을 유도시키기 위해서는 종양항원의 발현과 더불어 종양항원 제공에 관여하는 분자의 발현이 필요하다.
   ADC는 DNA 메칠화를 저하시킴으로서 여러 가지 유전자의 발현을 증가시키는 것으로 알려져 있으며 특히 CTL 유도성 종양항원인 MAGE와 GAGE 및 NY-ESO-1의 발현을 유도시키는 것으로 알려져 있다.^11)12)13) 따라서 ADC는 종양세포에 종양항원 발현을 증가시켜 강한 면역반응을 유발시킬 가능성이 있으며 이런 특성은 종양백신을 생산하는데 이용될 수 있다고 생각된다. 그러나 ADC를 세포에 처치했을 때 과도한 세포사가 유발된다면 다량의 종양백신을 생산하는데 어려움이 생긴다. 본 연구에서는 먼저 ADC의 B16F10 세포에 대한 직접 세포독성을 알아보기 위해 ADC를 여러 농도로 처치한 후 시간별 세포수와 세포주기 변화를 조사하였다. 그 결과 ADC 처치농도가 증가함에 비례하여 세포의 증식속도는 억제되었으며, 세포주기도 S기에서 일부 차단되는 것으로 나타났다. 그러나 ADC를 1 μmol 농도로 처치시 세포증식이 완만하나 서서히 증가하였으며 trypan blue에 염색되는 세포가 거의 없는 것으로 보아 이 농도가 B16F10 세포에 독성을 최소화하면서 유전자 발현 변화를 유도하는데 적절하다고 생각된다. 또 ADC 매개성 DNA 메칠화 억제에 의한 유전자발현의 변화는 epigenetic change, 즉 DNA의 돌연변이는 없이 유전성의 변화가 유전되는 현상을 초래한다.¹⁴⁾ 그러므로 ADC 처치 48~72시간 후 세포배양 배지를 ADC가 없는 배지로 교대함으로서 ADC 자체의 독성은 제거하면서 세포유전자발현성 변화는 유지시킬 수 있다. 따라서 ADC가 다소 세포증식 억제성이 있더라도 종양백신을 다량 생산하는데 이용될 수 있다고 생각된다. 종양세포의 면역원성은 class I MHC 분자와 공동자극분자 및 종양관련 항원(tumor-associated antigen)의 발현과 관련이 있다.¹⁵⁾ Class I MHC 분자의 발현 증가는 CTL 자극을 위한 종양항원의 세포표면 표출에 필수적이며, B7 등의 공동자극 분자는 CTL이 암세포 표면의 MHC-펩타이드 항원복합체를 인식하여 활성화 될 때 CTL 표면분자와 결합하여 이 세포의 활성화를 유도시키는 역할을 한다. 그러므로 T 세포의 활성화를 유도시킬 수 있는 효율적인 종양백신이 되기 위해서는 MHC와 더불어 상기한 공동자극 분자 및 T 세포 활성화를 위한 사이토카인 등의 발현이 필수적이다. 본 연구에서는 ADC 처치가 B16F10 세포의 MHC 분자 및 B7 분자의 발현에 미치는 영향을 알아본 결과 두 분자 모두 대조군에 비해 ADC를 처치한 군에서 현저히 발현이 증가됨을 보았다. 이 결과는 ADC를 처치한 B16F10(B16F10-ADC) 백신이 다량의 MHC 분자와 B7 분자를 생산하여 B16F10 자체 암항원을 CTL에 전달시킬 가능성이 있음을 나타낸다.
   종양백신이 신체 내에서 항종양 면역반응을 유발시키기 위해서는 상기한 MHC와 B7 발현과 더불어 종양항원과 면역세포 활성화를 유도시키는 사이토카인의 발현이 많을수록 좋다. 본 연구에서는 먼저 B16F10 세포에 ADC를 처치한 후 종양항원인 MAGE-2와 MAGE-5의 발현을 조사한 결과 이 두 분자의 발현이 ADC 처치에 의해 증가함을 관찰하였다. MAGE는 여러 아형이 있으며 이들 아형들은 서로 간에 구조적 유사성이 매우 크며,¹⁶⁾ 또 이들은 CTL 활성화를 유발하는 T cell epitope을 가지고 있는 것으로 보고되고 있다.¹⁷⁾ 따라서 B16F10 종양세포에 ADC 처치는 MAGE-2와 5 및 상기한 MHC 및 B7 발현을 동시에 증가시켜 종양항원을 세포 표면에 표현하여 CTL을 자극시킬 수 있다고 생각되며, MAGE 아형간에 구조적 유사성이 있기 때문에 MAGE-2와 MAGE-5에 반응하는 CTL은 다른 MAGE 아형에 교차반응 하여 암세포를 파괴할 가능성이 크다고 생각된다. 또 ADC 처치가 면역세포 활성화에 관여하는 사이토카인 분비를 유도하는 가를 알아보기 위해 B16F10 세포에 ADC를 처치한 후 GM-CSF와 IL-12의 발현변화를 조사하였다. IL-12 발현은 ADC 처치 후 1시간 때부터 증가하였으며, GM-CSF의 경우 ADC 처치 후 24시간 후부터 발현이 증가하였으므로 GM-CSF는 DNA 탈메칠화에 의해 발현이 증가되었을 가능성이 있다. 마우스 GM-CSF 유전자를 조사한 결과 promoter의 TATA box로부터 약 950~960 bp 상부에 여러 개의 CpG dinucleotide가 밀집되어 존재하고 있음이 확인되어 이런 가설을 뒷받침한다.¹⁸⁾ IL-12와 GM은 비특이 종양면역요법제로서 널리 연구되고 있다. 따라서 ADC 처치에 의한 B16F10 세포에서의 IL-12 및 GM-CSF 발현 증가는 이 세포를 백신으로 사용했을 때 항종양 면역성을 유발시키는 중요한 작용을 할 것으로 생각된다.
   이 연구를 통하여 ADC 처치가 B16F10 세포에 종양항원 발현, 종양항원을 세포 표면에 표출시키는 MHC 발현, T cell 활성화에 필요한 B7 부속분자 및 IL-12와 GM-CSF의 발현을 증가시킴을 알 수 있었다. ADC의 이러한 작용이 실제 마우스 내에서 항종양 면역반응을 유발시키며 더 나아가 종양백신개발에 사용될 수 있는가를 알아보기 위하여 ADC를 처치한 B16F10을 방사선 조사하여 백신을 만든 뒤 이를 마우스에 주사하였으며, 이렇게 면역 조치된 마우스에 살아있는 B16F10 세포를 접종하여 종양성장이 지연되고 면역된 마우스의 생존율이 향상되는지를 관찰하였다. 먼저 생리식염수나 ADC를 처치하지 않은 B16F10을 면역 조치한 대조군과 B16F10-ADC를 면역 조치한 군의 종양크기를 측정한 결과 대조군에 비해 B16F10-ADC를 면역 조치한 군의 종양의 크기가 매우 작았으며, 마우스 생존기간을 조사한 결과에서도 B16F10-ADC를 면역처치한 군에서 생존기간이 가장 길게 연장됨을 관찰하였다. 따라서 B16F10-ADC 백신은 마우스에 항종양 면역성을 유발시켜 종양의 성장을 지연시킬 수 있다고 생각된다. 향후 B16F10의 면역원성을 더욱 증가시키기 위한 ADC 처리조건(용량과 시간)을 조사하여 백신 생산에 적용시키고, 이렇게 생산한 B16F10-ADC의 면역횟수를 증가시킴으로써 항종양 면역요법의 효과가 더욱 증가할 것으로 생각된다. 또 본 연구에서 규명된 ADC를 종양세포에 처리하는 기술과 수지상세포를 이용한 면역요법을 병용하면 보다 효과적인 종양면역 치료법이 개발될 수 있을 것으로 생각된다.

결     론

   이상의 연구 결과를 통하여 B16F10 세포에 ADC를 처치하면 B16F10 세포에 암 항원과 사이토카인 그리고 MHC와 B7 등 종양 면역반응을 증가시키는 물질의 발현이 증가되며, ADC 처치한 B16F10 세포를 면역조치하면 마우스 내에서 흑색종의 성장을 지연시킴을 관찰하였다. 이러한 결과로 보아 ADC는 B16F10(흑색종) 종양백신 및 종양면역요법 개발에 사용될 수 있을 것으로 생각된다.

1. Chang AE, Li Q, Bishop DK, Normolle DP, Redman BD, Nickoloff BJ. Immunogenetic therapy of human melanoma utilizing autologous tumor cells transduced to secrete granulocyte-macrophage colony-stimulating factor. Hum Gene Ther 2000;11:839-50.

2. Schmitt WE, Stassar MJ, Schmitt W, Little M, Cochlovius B. In vitro induction of a bladder cancer-specific T-cell response by mRNA-transfected dendritic cells. J Cancer Res Clin Oncol 2001;127:203-6.

3. Monzavi-Karbassi B, Kieber-Emmons T. Current concepts in cancer vaccine strategies. Biotechniques 2001;30:170-6.

4. Van der Meijden AP. Non-specific immunotherapy with bacille Calmette-Guerin (BCG). Clin Exp Immunol 2001;123:179-80.

5. Wigginton JM, Park JW, Gruys ME, Young HA, Jorcyk CL, Back TC, et al. Complete regression of established spontaneous mammary carcinoma and the therapeutic prevention of genetically programmed neoplastic transition by IL-12/pulse IL-2: induction of local T cell infiltration, Fas/Fas ligand gene expression, and mammary epithelial apoptosis. J Immunol 2001;166:1156-68.

6. Finke J, Ferrone S, Frey A, Mufson A, Ochoa A. Where have all the T cells gone? Mechanisms of immune evasion by tumors. Immunol Today 1999;20:158-60.

7. Lim YS, Kang BY, Kim EJ, Kim SH, Hwang SY, Kim TS. Augmentation of therapeutic antitumor immunity by B16F10 melanoma cells transfected by interferon-gamma and allogeneic MHC class I cDNAs. Mol Cells 1998;8:629-36.

8. Lau R, Wang F, Jeffery G, Marty V, Kuniyoshi J, Bade E, et al. Phase I trial of intravenous peptide-pulsed dendritic cells in patients with metastatic melanoma. J Immunother 2001;24:66-78.

9. Wang J, Saffold S, Cao X, Krauss J, Chen W. Eliciting T cell immunity against poorly immunogenic tumors by immunization with dendritic cell-tumor fusion vaccines. J Immunol 1998;161:5516-24.

10. Juttermann R, Li E, Jaenisch R. Toxicity of 5-aza-2'-deoxycytidine to mammalian cells is mediated primarily by covalent trapping of DNA methyltransferase rather than DNA demethylation. Proc Natl Acad Sci USA 1994;91:11797-801.

11. De Smet C, De Backer O, Faraoni I, Lurquin C, Brasseur F, Boon T. The activation of human gene MAGE-1 in tumor cells is correlated with genome-wide demethylation. Proc Natl Acad Sci USA 1996;93:7149-53.

12. De Backer O, Arden KC, Boretti M, Vantomme V, De Smet C, Czekay S, et al. Characterization of the GAGE genes that are expressed in various human cancers and in normal testis. Cancer Res 1999;59:3157-65.

13. Weiser TS, Guo ZS, Ohnmacht GA, Parkhurst ML, Tong-On P, Marincola FM, et al. Sequential 5-Aza-2deoxycytidine-Depsipeptide FR901228 treatment induces apoptosis preferentially in cancer cells and facilitates their recognition by cytolytic T lymphocytes specific for NY-ESO-1. J Immunother 2001;24:151-61.

14. Fujimoto T, O'Donnell MA, Szilvasi A, Yang H, Duda RB. Bacillus Calmette-Guerin plus interleukin-2 and/or granulocyte/macrophage-colony-stimulating factor enhances immunocompetent cell production of interferon-gamma, which inhibits B16F10 melanoma cell growth in vitro. Cancer Immunol Immunother 1996;42:280-4.

15. Coral S, Sigalotti L, Gasparollo A, Cattarossi I, Visintin A, Cattelan A, et al. Prolonged upregulation of the expression of HLA class I antigens and costimulatory molecules on melanoma cells treated with 5-aza-2'-deoxycytidine (5-AZA-CdR). J Immunother 1999;22:16-24.

16. Pack JW, Kim IH, Kim YS. DNA and protein homology of MAGE isotope or GAGE isotypes. Keimyung Med J 1999;18:476-83.

17. Schultz ES, Lethe B, Cambiaso CL, Van Snick J, Chaux P, Corthals J, et al. A MAGE-A3 peptide presented by HLA-DP4 is recognized on tumor cells by CD4+ cytolytic T lymphocytes. Cancer Res 2000;60:6272-5.

18. Stanley E, Metcalf D, Sobieszczuk P, Gough NM, Dunn AR. The structure and expression of the murine gene encoding granulocyte-macrophage colony stimulating factor: evidence for utilisation of alternative promoters. EMBO J 1985;4:2569-73.